نوع مقاله : علمی - پژوهشی

نویسندگان

استادیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه اراک

چکیده

روش تکثیر سنتی انار با استفاده از قلمه خشبی و نرم باعث تولید گیاهان عاری از بیماری نمی‌شود و وابسته به فصل نیز می‌باشد. بنابراین توسعه یک تکنیک درون شیشه‌ای کارآمد برای تکثیر انار اهمیت زیادی دارد. از طرف دیگر، تکثیر درون شیشه‌ای انار یک مرحله ضروری در موفقیت باززایی لاین‌های تراریخته بوده و کارایی پروتوکل تراریختگی را تعیین می‌کند. بنابراین، این تحقیق با هدف توسعه یک روش کارآمد درون شیشه‌ای برای تکثیر ارقام انار ملس یزدی و رباب به‌عنوان دو رقم برتر ایرانی انجام شد. برای مرحله پرآوری، محیط کشت دابلیوپی‌ام حاوی غلظت‌های مختلف بنزیل آدنین (2/2، 4/4، 8/8 و 17/6 میکرومولار) همراه با 0/54 میکرومولار نفتالین استیک اسید استفاده گردید. برای تعیین اثرات نیترات نقره روی تکثیر درون شیشه‌ای، ریزنمونه‌ها به محیط دابلیوپی‌ام حاوی 8/8 میکرومولار بنزیل آدنین و 0/54 میکرومولار نفتالین استیک اسید که سطوح مختلفی از نیترات نقره (35-5 میکرومولار) به آن اضافه شده بود، منتقل شدند. برای هر دو رقم، بهترین غلظت بنزیل آدنین 8/8 میکرومولار بود که منجر به بیشترین طول شاخساره (3/91 سانتی‌متر)، تعداد برگ (10/60) و تعداد گره (4/30) در ریزنمونه‌ها شد. اضافه کردن 25 میکرومولار نیترات نقره  به این محیط کشت به طور معنی‌داری تعداد شاخساره (4/90)، طول شاخساره (4/24 سانتی‌متر)، تعداد برگ (12/30) و تعداد گره (6/10) را افزایش داد. محیط نصف غلظت دابلیوپی‌ام حاوی 5/4 میکرومولار نفتالین استیک اسید موثرترین محیط برای ریشه‌زایی شاخساره‌ها بود. گیاهان ریشه‌دار شده به‌طور موفقیت‌آمیزی پس از سازگاری تدریجی به خاک منتقل گردیدند. گیاهان حاصل از نظر مورفولوژیکی شبیه به هم بوده و صفات رویشی مشابه با گیاهان مادری نشان دادند. نتایج این تحقیق می‌تواند به‌عنوان یک مرحله برای اصلاح انار با استفاده از روش‌های مهندسی ژنتیک استفاده شود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effect of Silver Nitrate on In vitro Propagation of Pomegranate (Punica granatum L.) cvs. ‘Malas Yazdi’ and ‘Robab’

نویسندگان [English]

  • babak valizadeh kaji
  • Ahmad Reza Abbasifar

arak university

چکیده [English]

Background and Objectives
Traditional propagation method of pomegranate by hard wood and soft wood cuttings does not ensure disease-free and healthy plants and it depends on the season. Hence, developing an efficient in vitro technique for the propagation of pomegranate is of great importance. On the other hand, in vitro propagation of pomegranate is also an essential step in the success of regeneration of transgenic lines and determines the effectiveness of a transformation protocol. Therefore, this study was performed to develop an efficient in vitro propagation method for ‘Malas Yazdi’ and ‘Rabab’, two Iranian leading pomegranate cultivars.
Materials and methods
For proliferation stage, WPM media supplemented with different concentrations (2.2, 4.4, 8.8 and 17.6 μM) of benzyladenine (BA) along with 0.54 μM NAA was used. To determine the effect of silver nitrate on in vitro propagation, explants were transferred to WPM medium containing 8.8 μM BA and 0.54 μM NAA supplemented with various levels of AgNO3 (5–35 μM).
Results
For both cultivars, the best concentration of benzyladenine (BA) was 8.8 μM resulting in the highest shoot length (3.91 cm), leaf number (10.60) and node number (4.30). Adding 25 μM silver nitrate (AgNO3) to this medium significantly enhanced shoot number (4.90), shoot length (4.24), leaf number (12.30) and node number (6.10). Half-strength WPM medium supplemented with 5.4 μM NAA was most effective for rooting of shoots. Rooted plantlets were successfully acclimatized and transferred into soil. The micropropagated plants were morphologically uniform and exhibited similar growth characteristics and vegetative morphology to the mother plants.
Discussion
The result of this research may be used as a step for breeding of pomegranate using genetic engineering approaches.
 
Keywords:

کلیدواژه‌ها [English]

  • pomegranate
  • In vitro propagation
  • Hormone
  • Silver nitrate
  1. Adkins, S.W., Kunanuvatchaidach, R., Gray, S.J., and Adkins, A.L. 1993. Effect ofethylene and culture environment on rice callus proliferation. Journal of Experimental Botany, 269: 1829-1835.
  2. Chi, G.L., Pua, E.C., and Goh, C.J. 1991. Role of ethylene on de novo shoot regeneration from cotyledonary explants of Brassica campestris Pekinesis (Lour) Olsson in vitro. Plant Physiology, 96: 178-183.
  3. De Klerk, G.J., Brugge, J.T., and Marinova, S. 1997. Effectiveness of indoleacetic acid, indolebutyric acid and naphthalene acetic acid during adventitious root formation in vitro in Malus ‘Jork 9’. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 49: 39-44.
  4. Heloir, M.C., Fournioux, J.C., Oziol, L., and Bessis, R. 1997. An improved procedure for the propagation in vitro of grapevine Vitis vinifera (cv. Pinot noir) using axillary bud cuttings. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 49: 95-108.
  5. Ibanez, A., Valero, M., and Morte, A. 2005. Establishment and in vitro clonal propagation of the Spanish autochthonous table grapevine cultivar Napoleon-an improved system where proliferating cultures alternate with rooting ones. Anales de Biologia, 27: 211-220.
  6. Jaidka, K. and Mehra, P.N. 1986. Morphogenesis in Punica granatum (Pomegranate). Canadian Journal of Botany, 64: 1644-1653.
  7. Kanwar, K., Joseph, J., and Deepika, R. 2010. Comparison of in vitro regeneration pathways in Punica granatum Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 100: 199-207.
  8. Kotsias, D. and Roussos, P.A. 2001. An investigation on the effect of different plant growth regulating compounds in in vitro shoot tip and node culture of lemon seedlings. Scientia Horticulturae, 89: 115-128.
  9. Lloyd, G.B. and McCown, B.H. 1980. Commercially feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia by use of shoot tip culture. International Plant Propagators Society, 30: 421-427.
  10. Mensuari-Sodi, A., Panizza, M., and Tognoni, E. 1992. Quantitation of ethylene losses in different container-seal systems and comparison of biotic and abiotic contributions to ethylene accumulation in cultured tissues. Physiologia Plantarum, 84: 472-476.
  11. Moslemi, M., Zahravi, M., and Bakhshi Khanikic, G.H. 2010. Genetic diversity and
    population genetic structure of pomegranate (Punica granatum) in Iran using AFLP markers. Scientia Horticulturae, 126: 441-447.
  12. Murkute, A.A., Patil, S., and Singh, SK. 2004. In vitro regeneration in pomegranate cv. Ganesh from mature trees. Indian Journal of Horticulture, 61: 206-208.
  13. Naik, S.K. and Chand, P.K. 2003. Silver nitrate and aminoethoxyvinylglycine promote in vitro adventitious shoot regeneration of pomegranate (Punica granatum). Journal of Plant Physiology, 160: 423-430.
  14. Naik, S.K. and Chand, P.K. 2011. Tissue culture-mediated biotechnological intervention in pomegranate: a review. Plant Cell Reports, 30: 707-721.
  15. Nataraja, K. and Neelambika, G.K. 1996. Somatic embryogenesis and plantlet from petal cultures of pomegranate, Punica granatum Indian Journal of Experimental Biology, 34: 719-721.
  16. Petri, C., Alburquerque, N., Perez-Tornero, O., and Burgos, L. 2005. Auxin pulses and a synergistic interaction between polyamines and ethylene inhibitors improve adventitious regeneration from apricot leaves and Agrobacterium-mediated transformation of leaf tissues. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 82: 105-111.
  17. Pua, E.C. and Chi, G.L. 1993. De novo shoot morphogenesis and plant growth of mustard (Brassica juncea) in vitro in relation to ethylene. Physiologia Plantarum, 88: 467-474.
  18. Pua, E.C. and Lee J.E.E. 1995. Enhanced de novo shoot morphogenesis in vitro by expression of antisense 1-aminocyclopropane-1-carboxylate oxidase gene in transgenic mustard plants. Planta, 196: 69-76.
  19. Rai, M.K., Jaiswal, V.S., and Jaiswal, U. 2009. Shoot multiplication and plant regeneration of guava Psidium guajava from nodal explants of in vitro raised plantlets. Journal of Fruit and Ornamental Plant Research, 17: 29-38.
  20. Sridevi, V., Giridhar, P., Simmi, P.S., and Ravishankar, G.A. 2010. Direct shoot organogenesis on hypocotyls explants with collar region from in vitro seedlings of Coffea canephora Pierre ex. Frohner cv. CxR and Agrobacterium tumefaciens- mediated transformation. Plant Cell Tissue, and Organ Culture, 101: 339-347.
  21. Terakami, S., Matsuta, N., Yamamoto, T., Sugaya, S., Gemma, H., and Soejima, J. 2007. Agrobacterium-mediated transformation of the dwarf pomegranate (Punica granatum var. nana). Plant Cell Reports, 26: 1243-1251.
  22. Valizadeh Kaji, B., Ershadi, A., and Tohidfar, M. 2013 b. In vitro propagation of pomegranate (Punica granatum) Cv. ‘Males Yazdi’. Albanian Journal of Agricultural Sciences, 12(1): 1-5.
  23. Valizadeh Kaji, B., Ershadi, A., and Tohidfar, M. 2013a. In vitro propagation of two Iranian commercial pomegranates (Punica granatum) cvs. Malas Saveh and Yusef Khani. Physiology and Molecular Biology of Plants, 19(4): 597-603.