بهینه‌سازی کالوس‌زایی و رویان‌زایی رویشی درون شیشه‌ای گیاه ترب اسبی (Armoracia rusticana) با کاربرد اکسین‌های 2,4-D و IAA

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی ارشد سبزیکاری، دانشکده تولید گیاهی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران

2 دانشیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده تولید گیاهی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران

3 استادیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده تولید گیاهی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران

چکیده

چکیده
ترب اسبی به‌دلیل داشتن نرعقیمی، بذر کمی تولید کرده که بذرهای تولیدی نیز دارای جوانه‌زنی پایینی هستند. از این‌رو ازدیاد آن با قلمه ریشه انجام می‌شود که آن نیز با محدودیت تعداد پایه مادری مناسب روبرو است. بنابراین ازدیاد انبوه این گیاه از طریق کشت بافت اهمیت ویژه‌ای دارد. این آزمایش با هدف دست‌یابی به بهترین روش برای القای کالوس و تولید رویان‌های رویشی در دو محیط کشت B5 و NL، در دو فاز جامد و مایع طی سال‌های 97-1395 در آزمایشگاه کشت بافت گروه علوم باغبانی دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان انجام شده است. بر اساس نتایج به‌دست‌آمده در هر دو فاز محیط کشت جامد و مایع  B5و NL، کالوس و رویان رویشی تولید شد. در بررسی کالوس‌زایی این پژوهش با توجه به سنجش از نظر کیفیت ظاهری و بررسی روند تشکیل کالوس، رشد و افزایش کالوس در کشت جامد نسبت به کشت مایع بیشتر بود. در محیط کشت جامد B5 حاوی دو میکرومولار kin (کنیتین) و یک میکرومولار 2,4-D (توفوردی) بهترین نتیجه در کالوس‌زایی به‌دست‌آمد. نتایج حاصل از رویان‌زایی ترب اسبی نشان داد که تعداد رویان‌ها در مراحل کروی، قلبی، اژدری و در‌نهایت تعداد کل رویان‌ها در محیط کشت B5 حاوی یک میکرومولار 2,4-D نسبت به محیط کشت NL حاوی یک میکرومولار IAA (ایندول استیک اسید) بیشتر بود. بهینه‌سازی رشد رویان‌های رویشی، در گیاهانی که از لحاظ جوانه‌زنی بذر با مشکل مواجه‌اند و یا دوره رشد طولانی دارند، در راستای ازدیاد بسیار مهم است. با توجه به موفقیت تولید رویان‌های رویشی ترب اسبی، نتایج این تحقیق می‌تواند نویدبخش امکان تولید و ازدیاد آسان این گیاه در مدت زمان کوتاه‌تر باشد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Optimization of in vitro Callus Induction and Somatic Embryogenesis of Horseradish (Armoracia rusticana) Supplemented with 2,4-D and IAA

نویسندگان [English]

  • Sara Ahmadi 1
  • Kambiz Mashayekhi 2
  • Seyyed Javad Mousavizadeh 3
1 M.Sc. Student of Vegetables, Faculty of Plant Production, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Gorgan, Iran
2 Associate Professor, Department of Horticultural Sciences, Faculty of Plant Production, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Gorgan, Iran
3 Assistant Professor, Department of Horticultural Sciences, Faculty of Plant Production, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Gorgan, Iran
چکیده [English]

Abstract
 
Background and Objectives
Horseradish has a male sterility that produces a small amount of seed with a low germination. It then propagates with root cuttings, which is also subject to a limited number of mother rootstocks. Therefore, the mass proliferation of this plant is important through tissue culture, especially somatic embryogenesis protocols. Somatic embryogenesis is a method to develop embryo via plant somatic cells during in vitro culture. The purpose of the present experiment is to find the best method for callus and somatic embryogenesis inducing horseradish, which is carried out in two B5 and NL media in both solid and liquid phases.
 
Materials and Methods
This research was carry out in the tissue culture lab of the department of horticultural sciences at gorgan university agricultural sciences and natural resources from 2016 to 2019. Calli are developed on callus induction media (B5 + 1 µM 2,4-D + 2 µM kin, NL + 1 µM IAA + 2 µM kin), and then transferred to somatic embryo induction phase (B5 + 3 µM 2,4-D + 4 µM kin, NL + 3 µM IAA + 4 µM kin) for 8 weeks. Elimination of IAA, 2,4-D and kin from induced calli done onto realization phase, and globular, heart and torpedo embryos observed 4 weeks later.
 
Results
Based on the results, the best surface sterilization was achieved by 70% ethanol for 30 seconds and 70% aqueous sodium hypochlorite (v/v) for 60 minutes. The callus and somatic embryo were observed in both solid and liquid B5 and NL media. In the study of callus induction, according to the measurement of appearance quality and the process of callus formation, the growth and increase of callus in solid phase are higher than that of liquid phase. The highest callus induction record is seen in solid B5 medium containing 2 µM Kin and 1 µM 2,4-D. Generally, calli on embryo induction phase are bright green to yellowish and compact consisting of separate clusters of somatic embryonic cells. The results of somatic embryogenesis revealed that globular, heart, torpedo and total embryos in B5 containing 1 µM 2,4-D are more than NL containing 1 µM IAA.
Discussion
Optimizing the growth of somatic embryos is important for mass propagation of plants that face problems in seed germination or have a long growth period. Due to the success of the production of horseradish somatic embryos, the results of this experiment can provide the possibility of production and propagation of horseradish plants in a short time. Further studies are required to determine the somaclonal variation of horseradish mature somatic embryos and plantlets.
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • kin
  • Medium
  • Somatic embryo induction
References

Ahmad, N., Fazal, H., Zamir, R., Khalil, S. and Abbasi, B. H. (2011). Callogenesis, shoot organogenesis from flowers of Stevia rebaudiana (Bert.). Sugar Technology, 13(2), 174-177.

Bagheri, A., Moshiri, F. and Khosravinia, S. (2013). Investigation on reaction of explants and plant growth regulators on callus induction, rooting and in vitro regeneration of Bunium persicum (Boiss.) B. Fedtsch. Crop Biotechnology, 3(5), 53-61. [In Farsi]

Balapoor, Z., Hosseini-Moghaddam, H., Zarei, M. and Mollashahi, M. (2019). Micro Propagation of Penta Rootstock (Prunus domestica) in the two culture media (MS and B5). Plant Productions, 42(4), 441-454. [In Farsi]

Balen, B., Peharec, P., Tkalec, M. and Krsnik-Rasol, M. (2011). Oxidative stress in horseradish (Armoracia lapathifolia Gilib) tissues grown In Vitro. Food technology and Biotechnology, 49(1), 32-39.

Caplin, S. M. and Steward, F. C. (1949). A technique for the controlled growth of excised plant tissue in liquid media under aseptic conditions. Nature, Lond, 163(1), 920-921.

Courter, J. W. and Rhodes, A. M. (1969). Historical notes on horseradish. Economic Botany, 23(2), 156-64.

Gamborg, O. L., Miller, R. A. and Ojima, K. (1968). Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Experimental Cell Research, 50(1), 151-158.

Ghanbari, S. and Kazemitabar, S. K. (2016). Effects of Plant Growth Regulators on Callus Induction via Shoot Bud Meristems of Single Branch NazCultivar of Sesame (Sesamum indicum L.). Journal of Crop Breeding, 8(17), 231-237. [In Farsi]

Jayasree, T., Pavan, U., Ramesh, M., Rao, A. V., Reddy, K. J. M. and Sadanandam, A. (2001). Somatic embryogenesis from leaf cultures of potato. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 64(1), 13-17.

Malik, S., Zia, M. and Chaudhary, M. F. (2007). In vitro plant regeneration from direct and
indirect organogenesis of Memordica charantia. Pakistan Journal of Biological Sciences, 10(22), 4118-4122.

Mashayekhi, K. and Neumann, K. H. (2006). Effects of boron on somatic embryogenesis of Daucus carota. Plant cell, Tissue and Organ Culture, 84(3), 279-283.

Mashayekhi, K., Sharifani, M., Shahsavand, M. and Kalati, H. (2012). Induction of somatic embryogenesis in absence of exogenous auxin in cucumber (Cucumis sativus L.). International Journal of Plant Production, 2(2), 163-166.

Miller, A. J. and Gross, B. L. (2011). From forest to field: Perennial fruit crop domestication. American Journal of Botany, 98(9), 1389-1414.

Mousavizadeh, S. J. and Mashayekhi, K. (2011). Histological changes of carrot (Daucus carota L.) petiole somatic embryogenesis in some Media. Journal of Horticultural Sciences, 25(1), 94-100.

Mousavizadeh, S. J., Mashayekhi, K. and Asna-Ashari, M. (2012). The investigation of callogenesis and somatic embryogenesis of strawberry. Plant Production Technology, 1(1), 55-68. [In Farsi]

Mousavizadeh, S. J., Mashayekhi, K. and Hassandokht, M. R. (2017). Indirect somatic embryogenesis on rare octoploid Asparagus breslerianus plants. Scientia Horticulturae, 226(1), 184-190.

Mousavizadeh, S. J., Mashayekhi, K., Akbarpoor, V., Kallati, H. R. and Ghasemi, Y. (2010). Effect of IAA and 2,4-D on somatic embryogenesis and pigments synthesis of carrot root secondary phloem. Australian Journal of Agricultural Engineering, 1(4), 126-131.

Nabi, S. A., Rashid, M. M., Al-Amin, M. and Rasul, M.G. (2002). Organogenesis in teasle gourd (Momordica dioica Roxb). Plant Tissue Culture, 12(2), 173-180.

Neumann, K. (2006). Some studies on somatic embryogenesis: A tool in plant biotechnology. Indian Science congress Jan. 2000 in Pune, India.

Neumann, K. H. (1966). Wurzelbildung und Nukleinsauregehalt bei phloem Gewebekulturen der karrotenwurzel auf synthetischen Nahrmedium verschiedener Hormonkombina-tionen. Lees Phytohormones ET Organogenese, 38(1), 95-102.

Ozgur, M., Shehata, A. M., Skirvin, R.M., Norton, M. A., Mulwa, R. M., Uchanski, M., Hamblin, A. M. and Babadoost, M. (2004). An in vitro method to rescue embryos of horseradish, a reputedly sterile plant. Journal of Vegetable Crop Production, 10(2), 99-105.

Parvin, S., Daneshvar, M. and lotfi jalal-abadi, A. (2019). In vitro regeneration of ornamental crocus (Crocus vernus L.) by using plant growth regulators. Plant Productions, 42(4), 429-440. [In Farsi]

Roy, A., Ghosh, S., Chaudhuri, M. and Saha, P. K. (2008). Effect of different plant hormones on callus induction in Gymnema sylvestris R. Br. (Asclepiadaceae). African Journal of Biotechnology, 7(13), 2209-2211.

Shinoyama, H., Nomura, Y., Tsuchiya, T. and Kazuma, T. (2004). A Simple and Efficient Method for Somatic Embryogenesis and Plant Regeneration from Leaves of Chrysanthemum [Dendranthema × grandiflorum (Ramat.) Kitamura]. Plant Biotechnology, 21(1), 25-33.

Trolinder, N. L. and Goodin, J. R. (1988). Somatic embryogenesis in cotton (Gossypium) I. Effects of source of explant and hormone regime. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 12(1), 31-42.

Tucker, A. O. and Debaggio, T. (2009). The encyclopedia of herbs: A comprehensive reference to herbs of flavor and fragrance (2nd ed.). Portland: Timber Press.

Uozumi, N., Nakashimada, Y., Kato, Y. and Kobayashi, T. (1992). Production of artificial seed from horseradish hairy root. Journal of Fermentation and Bioengineering, 74(1), 21-26.

Zhang, B. H. (2001). High frequency somatic embryogenesis and Plant regeneration of an elite cotton variety. Botanical Bulletin- Academia Sinica Taipei, 42(1), 9-16.

 

 © 2020 by the authors. Licensee SCU, Ahvaz, Iran. This article is an open access article distributed under the terms and conditions of the Creative Commons Attribution-Non Commercial 4.0 International (CC BY-NC 4.0 license) (http://creativecommons.org/licenses/by-nc/4.0/)